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Caracterización biológica en la Serranía de San Lucas 2015

Latest version published by Parques Nacionales Naturales de Colombia on Oct 5, 2017 Parques Nacionales Naturales de Colombia

Caracterización Biológica llevada a cabo en dos fases (cada fase en diferente área de estudio y en diferente temporada), como parte de la ruta de declaratoria de la Serranía de San Lucas como una nueva área protegida.

Data Records

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Parques Nacionales Naturales de Colombia, Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt y Wildlife Conservation Society-Colombia (2017). Caracterización biológica en la Serranía de San Lucas 2015. v1.2 En Linea: http://ipt.parquesnacionales.gov.co/resource?r=2015_serrania_san_lucas_pnn_wcs;v=1.2

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The publisher and rights holder of this work is Parques Nacionales Naturales de Colombia. This work is licensed under a Creative Commons Attribution Non Commercial (CC-BY-NC) 4.0 License.

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This resource has been registered with GBIF, and assigned the following GBIF UUID: bdb3951b-1b8a-446d-8820-22ce0a2ea380.  Parques Nacionales Naturales de Colombia publishes this resource, and is itself registered in GBIF as a data publisher endorsed by Colombian Biodiversity Information System.

Keywords

Serranía de San Lucas; Caracterización biológica; Nueva Área Protegida; Ojos Claros; San Juan; Remedios; San Pablo; Santa Rosa.

Contacts

Who created the resource:

William Yezid Bonell Rojas
Investigador Asociado
Wildlife Conservation Society Carrera 7 # 82-66 Oficina:312 Bogotá Cundinamarca CO (1) 7218116 - 3183933436

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William Yezid Bonell Rojas
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Principal Investigator
William Yezid Bonell Rojas
Investigador Asociado
Wildlife Conservation Society Carrera 7 # 82-66 Oficina:312 Bogotá Cundinamarca CO (1) 7218116 - 3183933436

Geographic Coverage

Zona sur de la Serranía de San Lucas (Remedios, Antioquia y San Pablo, Bolívar). Zona Centro de la Serranía de San Lucas (Santa Rosa del Sur, Bolívar).

Bounding Coordinates South West [6.937, -74.828], North East [8.928, -73.883]

Taxonomic Coverage

Durante esta caracterización se obtuvieron un total de 3503 registros que permitieron 108 identificaciones hasta subespecie, 827 hasta especie, 157 hasta género, 4 hasta subfamilia, 41 hasta familia y 1 hasta la categoría de orden. Del total de 1138 especies registradas 912 son animales y 226 son plantas.

Order  Hemiptera
Family  Aeshnidae,  Athericidae,  Calopterygidae,  Cantharidae,  Ceratopogonidae,  Chironomidae,  Coenagrionidae,  Corixidae,  Cyperaceae,  Dytiscidae,  Elmidae,  Glossosomatidae,  Gomphidae,  Gordiidae,  Hesperiidae,  Hydrobiosidae,  Hydrophilidae,  Hydropsychidae,  Leptoceridae,  Leptohyphidae,  Leptophlebiidae,  Libellulidae,  Limnichidae,  Lumbriculidae,  Lycaenidae,  Menispermaceae,  Naucoridae,  Nymphalidae,  Orchidaceae,  Physidae,  Planariidae,  Platystictidae,  Polycentropodidae,  Psephenidae,  Psychodidae,  Pyraloidea,  Sapindaceae,  Staphylinidae,  Tabanidae,  Tipulidae,  Veliidae
Subfamily  Chironominae,  Orthocladiinae,  Riodininae,  Tanypodinae
Genus  Acalypha,  Americabaetis,  Anacroneuria,  Anchytarsus,  Anthurium,  Aphelandra,  Arrabidaea,  Astraptes,  Atopsyche,  Baetodes,  Belostoma,  Boa constrictor,  Bomarea,  Bunchosia,  Cabecar,  Camelobaetidius,  Canthidium,  Canthon,  Caryodaphnopsis,  Casearia,  Castilla,  Cecropia,  Chimarra,  Chomelia,  Choroterpes,  Chrysophyllum,  Chusquea,  Clidemia,  Cloeodes,  Clusia,  Cnemidophorus,  Codonanthe,  Colostethus,  Columnea,  Corydalus,  Coussarea,  Cryphocricos,  Culoptila,  Cupania,  Cyanerpes caeruleus,  Cyanocompsa cyanoides,  Cyanocorax affinis,  Cyathea,  Deltochilum,  Desmodium,  Detritivora,  Diasporus,  Dichotomius,  Dioclea,  Diospyros,  Dixiphia pipra,  Donacobius atricapillus,  Dracontium spruceanum,  Dromococcyx pavoninus,  Dromococcyx phasianellus,  Dugesia,  Dysithamnus mentalis,  Ebrietas,  Ecuaphlebia,  Elaeagia,  Empidonax,  Erythrochiton,  Eschweilera,  Eubucco bourcierii,  Euchrepomis callinota,  Eucometis penicillata,  Eugenia,  Eunica,  Eunica araucana,  Eurysternus,  Euthyplocia,  Faramea,  Farrodes,  Geissanthus,  Geotrygon,  Gordius,  Grias,  Guarea,  Gustavia,  Guzmania,  Hamelia,  Hampea,  Haplohyphes,  Heliconia,  Heliconius,  Helicopsyche,  Herrania,  Heterelmis,  Inga,  Leptohyphes,  Leptonema,  Licania,  Limnocoris,  Ludwigia,  Mabuya,  Machaerium,  Macronema,  Magnolia,  Mandevilla,  Manilkara,  Marilia,  Matisia,  Mechanitis,  Mesosemia,  Miconia,  Microsciurus,  Molophilus,  Momordica,  Myrcia,  Nautilocalyx,  Nectopsyche,  Neea,  Notosciurus,  Nymphidium,  Odontophorus,  Oncidium,  Onthophagus,  Pachystachis,  Palaemnema,  Palicourea,  Paracloeodes,  Phaethornis,  Philodendron,  Phoradendron,  Piper,  Podocarpus,  Polyplectropus,  Pouteria,  Pricamnia,  Pristimantis,  Proechimys,  Pseudocanthon,  Pseudolmedia,  Psychotria,  Pyrocephalus rubinus,  Quercus,  Rinorea,  Scatimus,  Sciadotenia,  Scytalopus,  Selaginella,  Senna,  Sida,  Siparuna,  Smicridea,  Sobralia,  Solanum,  Spathiphyllum,  Stilobezzia,  Tabernaemontana,  Tanaecium,  Terpides,  Thraulodes,  Tikuna,  Tillandsia,  Tipula,  Tococa,  Tournefortia,  Traverella,  Trichillidium,  Tricorythodes,  Triplectides,  Ulmeritoides,  Uroxys,  Vacupernius,  Voyria,  Wormaldia,  Zimmerius,  cf. Aphelandra,  cf. Pouteria,  cf. Tabernaemontana
Species  Aburria aburri,  Accipiter bicolor,  Accipiter superciliosus,  Aciotis purpurascens,  Actitis macularius,  Alfaroa colombiana,  Allobates niputidea,  Alouatta seniculus,  Amazilia amabilis,  Amazilia castaneiventris,  Amazilia franciae,  Amazilia tzacatl,  Amazona amazonica,  Amazona autumnalis,  Amazona farinosa,  Amazona ochrocephala,  Ammandra decasperma,  Amphisbaena fuliginosa,  Anas discors,  Anhinga anhinga,  Annona spraguei,  Anolis biporcatus,  Anolis frenatus,  Anolis sulcifrons,  Anolis vittigerus,  Anoura cultrata,  Anthracothorax nigricollis,  Anurolimnas viridis,  Aphanotriccus audax,  Aphrissa boisduvalii,  Ara ararauna,  Ara chloropterus,  Ara macao,  Ara severus,  Aramides cajaneus,  Aramus guarauna,  Arawacus dolylas,  Arawacus torgana,  Archaeoprepona demophon muson,  Ardea alba,  Ardea cocoi,  Ardea herodias,  Ardisia guianensis,  Ardisia pluvialis,  Arremon atricapillus,  Arremon aurantiirostris,  Arremon brunneinucha,  Arremonops conirostris,  Artibeus lituratus,  Artibeus planirostris,  Arundinicola leucocephala,  Ascia monuste,  Aspidosperma spruceanum,  Asplenium serratum,  Astragalinus psaltria,  Astraptes creteus,  Ateles hybridus,  Ateuchus aeneomicans,  Attalea nucifera,  Atticora tibialis,  Attila spadiceus,  Aulacorhynchus haematopygus,  Autochton neis,  Automolus ochrolaemus,  Automolus subulatus,  Bactris pilosa,  Baryphthengus martii,  Basileuterus rufifrons,  Basileuterus tristriatus,  Basiliscus galeritus,  Bothrops asper,  Brotogeris jugularis,  Brownea birschellii,  Bubulcus ibis,  Bunchosia anomala,  Burhinus bistriatus,  Busarellus nigricollis,  Buteo brachyurus,  Buteo nitidus,  Buteo platypterus,  Buteogallus anthracinus,  Buteogallus meridionalis,  Buteogallus urubitinga,  Butorides striata,  Byrsonima crassifolia,  Cabassous centralis,  Cacicus cela,  Caenis,  Caerois gerdrudtus,  Caiman crocodilus,  Calathea inocephala,  Calephelis inca,  Calidris minutilla,  Calliandra trinervia,  Callicore pitheas,  Calospila pelarge,  Calycopis atnius,  Calycopis cerata,  Calycopis isobeon,  Calycopis pisis,  Campephilus haematogaster,  Campephilus melanoleucos,  Camptostoma obsoletum,  Campylorhamphus pusillus,  Campylorhamphus trochilirostris,  Campylorhynchus griseus,  Campylorhynchus nuchalis,  Campylorhynchus zonatus,  Canthon acutoides,  Canthon septemmaculatus,  Canthon subhyalinus,  Cantorchilus leucotis,  Cantorchilus nigricapillus,  Capito hypoleucus,  Capito maculicoronatus,  Capsiempis flaveola,  Caracara cheriway,  Carludovica palmata,  Carollia brevicauda,  Carollia castanea,  Carollia perspicillata,  Caryocar amygdaliferum,  Caryocar glabrum,  Caryodendron orinocense,  Casearia pitumba,  Casimirella crispula,  Castilia ofella,  Catasetum bicolor,  Cathartes aura,  Cathartes burrovianus,  Catharus dryas,  Catharus minimus,  Catharus ustulatus,  Catonephele orites,  Cebus versicolor,  Celeus loricatus,  Celmia celmus,  Centropogon granulosus,  Ceratophrys calcarata,  Ceratopipra erythrocephala,  Cercomacra parkeri,  Cercomacra tyrannina,  Certhiaxis cinnamomeus,  Chaetura brachyura,  Chaetura chapmani,  Chaetura cinereiventris,  Chaetura meridionalis,  Chaetura spinicaudus,  Chalybura urochrysia,  Chamaeza campanisona,  Charadrius collaris,  Charis anius,  Chauna chavaria,  Chiroderma salvini,  Chiroxiphia lanceolata,  Chloreuptychia arnaca,  Chloroceryle amazona,  Chloroceryle americana,  Chlorophanes spiza,  Chlorophonia cyanea,  Chlorospingus flavopectus,  Chlorostilbon gibsoni,  Chlorostilbon melanorhynchus,  Chondrohierax uncinatus,  Chordeiles acutipennis,  Chordeiles minor,  Chrysochlamys colombiana,  Chrysomus icterocephalus,  Ciccaba nigrolineata,  Ciccaba virgata,  Cissia confusa,  Cissia proba,  Cissus erosa,  Claravis pretiosa,  Clarisia racemosa,  Clibanornis rubiginosus,  Clidemia septuplinervia,  Clytoctantes alixii,  Cnipodectes subbrunneus,  Coccyzus americanus,  Coccyzus lansbergi,  Coccyzus melacoryphus,  Cochlospermum Orinocense,  Coereba flaveola,  Cojoba rufescens,  Colaptes punctigula,  Colaptes rubiginosus,  Colinus cristatus,  Colonia colonus,  Columba livia,  Columbina minuta,  Columbina passerina,  Columbina talpacoti,  Compsoneura mutisii,  Coniophanes fissidens,  Conopophaga castaneiceps,  Contopus cinereus,  Contopus cooperi,  Contopus virens,  Coprophanaeus corythus,  Coprophanaeus morenoi,  Coragyps atratus,  Corapipo leucorrhoa,  Cordia nodosa,  Corytophanes cristatus,  Cotinga nattererii,  Coussarea paniculata,  Craugastor fitzingeri,  Craugastor metriosistus,  Crax alberti,  Crepidospermum rhoifolium,  Crotophaga ani,  Crotophaga major,  Crotophaga sulcirostris,  Cryptoleucopteryx plumbeus,  Crypturellus erythropus,  Crypturellus soui,  Cuniculus paca,  Cyclanthus bipartitus,  Cyclarhis gujanensis,  Cymbilaimus lineatus,  Cyphorhinus phaeocephalus,  Dacnis cayana,  Dacnis lineata,  Dacnis venusta,  Damophila julie,  Dasyprocta punctata,  Dasypus novemcinctus,  Deconychura longicauda,  Dendrobangia boliviana,  Dendrobates truncatus,  Dendrocincla fuliginosa,  Dendrocolaptes sanctithomae,  Dendrocygna autumnalis,  Dendrocygna viduata,  Dendropanax arboreus,  Dendroplex picus,  Dendropsophus ebraccatus,  Dendropsophus microcephalus,  Dermanura phaeotis,  Desmodus rotundus,  Detritivora hermodora,  Dichotomius reclinatus,  Dicranopygium goudotii,  Didelphis marsupialis,  Dieffenbachia costata,  Digitonthophagus gazella,  Dimerocostus strobilaceus,  Dioscorea polygonoides,  Diploglossus monotropis,  Discosura conversii,  Dryocopus lineatus,  Duguetia flagellaris,  Dulacia macrophylla,  Dulcedo polita,  Eantis minna,  Ebrietas infanda,  Ebrietas osyris,  Egretta caerulea,  Egretta rufescens,  Egretta thula,  Eira barbara,  Elaenia chiriquensis,  Elaenia flavogaster,  Elanoides forficatus,  Elanus leucurus,  Electron platyrhynchum,  Empidonax traillii,  Empidonax virescens,  Engystomops pustulosus,  Epinecrophylla fulviventris,  Euphonia cyanocephala,  Euphonia fulvicrissa,  Euphonia laniirostris,  Euphonia minuta,  Euphonia xanthogaster,  Eupsittula pertinax,  Euptychia westwoodi,  Eurybia lycisca,  Eurypyga helias,  Eurysternus caribaeus,  Eurysternus foedus,  Euselasia tarinta,  Falco femoralis,  Falco peregrinus,  Falco rufigularis,  Falco sparverius,  Faramea occidentalis,  Ficus obtusifolia,  Florisuga mellivora,  Fluvicola pica,  Formicarius analis,  Formicivora grisea,  Forpus conspicillatus,  Furnarius leucopus,  Fusaea longifolia,  Galbula ruficauda,  Gampsonyx swainsonii,  Garcinia madruno,  Gardnerycteris crenulatum,  Geonoma chlamydostachys,  Geonoma deversa,  Geonoma stricta,  Geotrygon linearis,  Geotrygon montana,  Geotrygon veraguensis,  Geotrygon violacea,  Geranospiza caerulescens,  Glaucidium griseiceps,  Glaucis hirsutus,  Glaucis hirsutus,  Gloeospermum longifolium,  Glyphorynchus spirurus,  Gonatodes albogularis,  Guapira costaricana,  Guzmania eduardii,  Gymnocichla nudiceps,  Gymnopithys bicolor,  Habia gutturalis,  Haetera macleannania,  Hamelia patens,  Harjesia vrazi,  Harpagus bidentatus,  Harpia harpyja,  Hasseltia floribunda,  Heisteria acuminata,  Heliconius ismenius,  Heliodoxa jacula,  Heliodoxa jacula,  Heliomaster longirostris,  Heliopetes arsalte,  Heliornis fulica,  Heliothryx barroti,  Heliotropium indicum,  Hemithraupis flavicollis,  Hemithraupis guira,  Henicorhina leucophrys,  Henicorhina leucosticta,  Hermeuptychia hermes,  Herpailurus yagouaroundi,  Herpetotheres cachinnans,  Herpsilochmus rufimarginatus,  Heteromys desmarestianus,  Heterospingus xanthopygius,  Himatanthus articulatus,  Hirundo rustica,  Hsunycteris thomasi,  Hura crepitans,  Hybanthus prunifolius,  Hylophilus decurtatus,  Hylophilus flavipes,  Hylophilus semibrunneus,  Hylophylax naevioides,  Hypnelus ruficollis,  Hypsiboas pugnax,  Hypsiboas rosenbergi,  Ibycter americanus,  Icterus auricapillus,  Icterus galbula,  Icterus mesomelas,  Icterus nigrogularis,  Ictinia plumbea,  Imantodes cenchoa,  Incilius coniferus,  Inga pezizifera,  Ithomia iphianassa,  Jacamerops aureus,  Jacana jacana,  Jacaranda hesperia,  Juditha dorilis,  Lagothrix lugens,  Lampronycteris brachyotis,  Laniocera rufescens,  Laterallus albigularis,  Leandra longicoma,  Legatus leucophaius,  Leiothlypis peregrina,  Leonia glycycarpa,  Leopardus pardalis,  Leopardus wiedii,  Lepidocolaptes souleyetii,  Lepidothrix coronata,  Leposoma rugiceps,  Leptodactylus fragilis,  Leptodactylus fuscus,  Leptodactylus pentadactylus,  Leptodeira septentrionalis,  Leptodon cayennensis,  Leptopogon amaurocephalus,  Leptopogon superciliaris,  Leptotila verreauxi,  Leucopternis albicollis,  Licania hypoleuca,  Lionycteris spurrelli,  Lipaugus unirufus,  Lonchophylla robusta,  Lophornis delattrei,  Lophostoma silvicolum,  Lophostrix cristata,  Lophotriccus pileatus,  Luehea seemannii,  Mabea occidentalis,  Machaeropterus regulus,  Machetornis rixosa,  Magnolia hernandezii,  Malacoptila panamensis,  Manacus manacus,  Margaritaria nobilis,  Marmosa demerarae,  Marmosa isthmica,  Marpesia merops,  Masius chrysopterus,  Matayba arborescens,  Mayna odorata,  Mazama zetta,  Megaceryle torquata,  Megarynchus pitangua,  Megascops choliba,  Megascops guatemalae,  Melanerpes pulcher,  Melanerpes rubricapillus,  Melanomys caliginosus,  Melothria dulcis,  Memphis laura,  Mesembrinibis cayennensis,  Metacharis victrix,  Metachirus nudicaudatus,  Miconia voronovii,  Miconia prasina,  Micrastur ruficollis,  Micrastur semitorquatus,  Microbates cinereiventris,  Microcerculus marginatus,  Micronycteris hirsuta,  Micropholis venulosa,  Microrhopias quixensis,  Micrurus dumerilii,  Milvago chimachima,  Mimon cozumelae,  Mimus gilvus,  Mionectes oleagineus,  Mionectes olivaceus,  Mitrospingus cassinii,  Mniotilta varia,  Molothrus bonariensis,  Molothrus oryzivorus,  Momotus subrufescens,  Monasa morphoeus,  Morphnus guianensis,  Morpho menelaus,  Mouriri grandiflora,  Mycteria americana,  Myiarchus crinitus,  Myiarchus panamensis,  Myiarchus tuberculifer,  Myiobius atricaudatus,  Myioborus miniatus,  Myiodynastes chrysocephalus,  Myiodynastes luteiventris,  Myiodynastes maculatus,  Myiopagis gaimardii,  Myiophobus fasciatus,  Myiornis atricapillus,  Myiothlypis fulvicauda,  Myiotriccus ornatus,  Myiozetetes cayanensis,  Myiozetetes granadensis,  Myiozetetes similis,  Myotis caucensis,  Myotis riparius,  Myrmeciza exsul,  Myrmeciza immaculata,  Myrmeciza palliata,  Myrmecophaga tridactyla,  Myrmornis torquatus,  Myrmotherula axillaris,  Myrmotherula ignota,  Myrmotherula pacifica,  Myrmotherula schisticolor,  Naucleopsis glabra,  Naucleopsis glabra,  Nautilocalyx bracteatus,  Neacomys tenuipes,  Nemosia pileata,  Neomorphus geoffroyi,  Neoptychocarpus chocoensis,  Nephelomys childi,  Ninia atrata,  Norantea guianensis,  Notharchus hyperrhynchus,  Notharchus pectoralis,  Notharchus tectus,  Notosciurus granatensis,  Nyctibius griseus,  Nyctidromus albicollis,  Nystalus radiatus,  Ocreatus underwoodii,  Odontophorus erythrops,  Odontophorus gujanensis,  Oeceoclades maculata,  Onthophagus acuminatus,  Onthophagus marginicollis,  Onthophagus stockwelli,  Opoptera aorsa,  Oporornis philadelphia,  Orleanesia pleurostachys,  Ornithidium ruberrimum,  Ornithion brunneicapillus,  Ortalis columbiana,  Ortalis garrula,  Oxybelis aeneus,  Oxyruncus cristatus,  Oxysternon conspicillatum,  Pachyramphus cinnamomeus,  Pachyramphus homochrous,  Pachyramphus polychopterus,  Pachyramphus rufus,  Pandion haliaetus,  Panthera onca,  Panthiades bitias,  Panyptila cayennensis,  Parkesia noveboracensis,  Parula pitiayumi,  Passiflora vitifolia,  Patagioenas cayennensis,  Patagioenas plumbea,  Patagioenas speciosa,  Paullinia eriocarpa,  Pavonia fruticosa,  Pecari tajacu,  Penelope purpurascens,  Pentagonia macrophylla,  Perophthalma tullius,  Petrochelidon pyrrhonota,  Phaethornis anthophilus,  Phaethornis guy,  Phaethornis longirostris,  Phaethornis striigularis,  Phaetusa simplex,  Phalacrocorax brasilianus,  Phanaeus pyrois,  Pheucticus ludovicianus,  Pheugopedius fasciatoventris,  Pheugopedius sclateri,  Pheugopedius spadix,  Philaethria diatonica,  Philydor fuscipenne,  Philydor rufum,  Phimosus infuscatus,  Phrynonax poecilonotus,  Phyllomedusa venusta,  Phyllomyias griseiceps,  Phylloscartes lanyoni,  Phylloscartes ophthalmicus,  Phylloscartes superciliaris,  Phytelephas macrocarpa,  Piaya cayana,  Picramnia gracilis,  Picrolemma huberi,  Piculus chrysochloros,  Piculus leucolaemus,  Piculus litae,  Picumnus olivaceus,  Pilherodius pileatus,  Pionus menstruus,  Piper marginatum,  Piper auritum,  Piper laevigatum,  Piper reticulatum,  Piprites chloris,  Piranga leucoptera,  Piranga olivacea,  Piranga rubra,  Pitangus lictor,  Pitangus sulphuratus,  Platalea ajaja,  Platyrinchus coronatus,  Platyrrhinus dorsalis,  Platyrrhinus helleri,  Podocarpus guatemalensis,  Poecilotriccus sylvia,  Polioptila plumbea,  Polioptila schistaceigula,  Porphyrio martinicus,  Porthidium lansbergii,  Posoqueria latifolia,  Posttaygetis penelea,  Pourouma melinonii,  Pouteria torta,  Premnornis guttuliger,  Pristimantis gaigei,  Proechimys chrysaeolus,  Proechimys semispinosus,  Progne chalybea,  Progne subis,  Progne tapera,  Protium colombianum,  Protium sagotianum,  Protonotaria citrea,  Psarocolius decumanus,  Psarocolius wagleri,  Pseudoboa neuwiedii,  Pseustes shropshirei,  Psychotria brachiata,  Psychotria lupulina,  Psychotria poeppigiana,  Psychotria polyphlebia,  Pterocarpus santalinoides,  Pteroglossus torquatus,  Pteronotus parnellii,  Ptychoglossus festae,  Pulsatrix perspicillata,  Puma concolor,  Pygochelidon cyanoleuca,  Pyrgus adepta,  Pyrgus orcus,  Pyrilia pyrilia,  Querula purpurata,  Quiscalus lugubris,  Ramphastos ambiguus,  Ramphastos vitellinus,  Ramphocaenus melanurus,  Ramphocelus dimidiatus,  Ramphocelus flammigerus,  Renealmia cernua,  Rhaebo haematiticus,  Rhinella margaritifera,  Rhinella marina,  Rhinoclemmys annulata,  Rhinoclemmys melanosterna,  Rhipidomys latimanus,  Rhynchocyclus olivaceus,  Rhynchortyx cinctus,  Rhytipterna holerythra,  Richeria grandis,  Rinorea dasyadena,  Rinorea viridifolia,  Riparia riparia,  Rostrhamus sociabilis,  Rupornis magnirostris,  Ryania speciosa,  Rynchops niger,  Saccopteryx bilineata,  Sachatamia albomaculata,  Saguinus leucopus,  Sakesphorus canadensis,  Saltator atripennis,  Saltator coerulescens,  Saltator grossus,  Saltator maximus,  Saltator striatipectus,  Sanchezia pennellii,  Sapayoa aenigma,  Sarcoramphus papa,  Sayornis nigricans,  Scaphiodontophis venustissimus,  Schiffornis stenorhyncha,  Schistochlamys melanopis,  Scinax boulengeri,  Scinax ruber,  Sclerurus guatemalensis,  Sclerurus mexicanus,  Scytalopus atratus,  Senefeldera testiculata,  Setophaga castanea,  Setophaga fusca,  Setophaga petechia,  Setophaga ruticilla,  Setophaga striata,  Sicalis flaveola,  Simaba cedron,  Siparuna cervicornis,  Siparuna guianensis,  Sittasomus griseicapillus,  Solanum americanum,  Spizaetus melanoleucus,  Spizaetus ornatus,  Spizaetus tyrannus,  Sporophila crassirostris,  Sporophila funerea,  Sporophila intermedia,  Sporophila minuta,  Sporophila nigricollis,  Sporophila schistacea,  Stelgidopteryx ruficollis,  Stemmadenia robinsonii,  Stenosepala hirsuta,  Sternula superciliaris,  Streptoprocne rutila,  Streptoprocne zonaris,  Stromanthe jacquinii,  Sturnella militaris,  Sturnira parvidens,  Sulcophanaeus noctis,  Swartzia amplifolia,  Swartzia oraria,  Synallaxis albescens,  Synallaxis candei,  Syndactyla subalaris,  Syngonium podophyllum,  Tabernaemontana markgrafiana,  Tachycineta albiventer,  Tachyphonus delatrii,  Tachyphonus luctuosus,  Tachyphonus rufus,  Tangara arthus,  Tangara cyanicollis,  Tangara florida,  Tangara guttata,  Tangara gyrola,  Tangara icterocephala,  Tangara inornata,  Tangara larvata,  Tangara lavinia,  Tangara nigroviridis,  Tapera naevia,  Tapirus terrestris,  Tapura guianensis,  Taraba major,  Taygetis virgilia,  Terenotriccus erythrurus,  Tersina viridis,  Tetragastris panamensis,  Tetrathylacium macrophyllum,  Thalurania colombica,  Thamnophilus atrinucha,  Thamnophilus multistriatus,  Thamnophilus nigriceps,  Thecadactylus rapicauda,  Thraupis episcopus,  Thraupis palmarum,  Threnetes ruckeri,  Tiaris fuliginosus,  Tiaris obscura,  Tigridia acesta,  Tigrisoma fasciatum,  Tigrisoma lineatum,  Tinamus major,  Tityra inquisitor,  Tityra semifasciata,  Todirostrum cinereum,  Todirostrum nigriceps,  Tolmomyias assimilis,  Tolmomyias flaviventris,  Tolmomyias sulphurescens,  Tonatia saurophila,  Tovomita choisyana,  Tovomitopsis cuneata,  Trachops cirrhosus,  Trachycephalus typhonius,  Transandinomys talamancae,  Trattinnickia lawrancei,  Trema micrantha,  Tremarctos ornatus,  Tretioscincus bifasciatus,  Tringa flavipes,  Tringa melanoleuca,  Tringa solitaria,  Troglodytes aedon,  Trogon caligatus,  Trogon chionurus,  Trogon collaris,  Trogon melanurus,  Trogon rufus,  Tupinambis teguixin,  Turdus ignobilis,  Turdus leucomelas,  Turdus obsoletus,  Tylomys mirae,  Tyrannulus elatus,  Tyrannus dominicensis,  Tyrannus melancholicus,  Tyrannus savana,  Tyrannus tyrannus,  Tyto alba,  Unonopsis aviceps,  Urbanus procne,  Urbanus simplicius,  Urbanus tanna,  Urbanus teleus,  Urotheca guentheri,  Uroxys micros,  Vampyressa thyone,  Vampyriscus nymphaea,  Vampyrodes major,  Vanellus chilensis,  Vasconcellea cauliflora,  Veniliornis kirkii,  Vermivora chrysoptera,  Vettius fuldai,  Vettius marcus,  Vireo flavifrons,  Vireo olivaceus,  Vireolanius eximius,  Virola peruviana,  Virola sebifera,  Vismia baccifera,  Volatinia jacarina,  Wettinia hirsuta,  Wilsonia canadensis,  Wittmackanthus stanleyanus,  Xenodon rabdocephalus,  Xenophanes tryxus,  Xenops minutus,  Xenops rutilans,  Xiphidium caeruleum,  Xiphocolaptes promeropirhynchus,  Xiphorhynchus erythropygius,  Xiphorhynchus lachrymosus,  Xiphorhynchus susurrans,  Zenaida auriculata,  Zimmerius chrysops,  Ziziphus strychnifolia,  Zygia inaequalis,  Crypturellus cf. erythropus
Subspecies  Achlyodes busirus busirus,  Adelpha cytherea daguana,  Adelpha iphiclus iphiclus,  Adelpha melona deborah,  Aeria eurimedia agna,  Anartia amathea amathea,  Anartia jatrophae jatrophae,  Ancyluris jurgensenii atahualpa,  Anisochoria pedaliodina pedaliodina,  Anthanassa drusilla drusilla,  Antirrhea philaretes lindigii,  Argyrogrammana physis physis,  Astraptes fulgerator azul,  Caligo atreus atreus,  Caligo brasiliensis sulanus,  Caligo idomeneus idomeneus,  Caligo oedipus oedipus,  Caligo telamonius telamonius,  Callicore brome brome,  Callicore tolima aurantiaca,  Callithomia hezia tridactyla,  Calospila lucianus lucianus,  Catoblepia berecynthia luxuriosus,  Catoblepia orgetorix championi,  Chlosyne narva narva,  Chrysophyllum argenteum panamense,  Cithaerias pireta magdalenensis,  Colobura dirce dirce,  Diaethria clymena marchalii,  Dione juno juno,  Dismorphia amphione daguana,  Doxocopa pavon theodora,  Dryas iulia iulia,  Dyscophellus phraxanor phraxanor,  Eresia emerantia emerantia,  Eueides lybia olympia,  Eueides tales xenophanes,  Eueides vibilia vialis,  Euptoieta hegesia meridiana,  Eurema albula marginella,  Eurema daira lydia,  Eurybia cyclopia cyclopia,  Glutophrissa drusilla drusilla,  Godyris zavaleta petersii,  Gorgythion begga pyralina,  Hamadryas feronia farinulenta,  Heliconius cydno chioneus,  Heliconius doris dives,  Heliconius erato hydara,  Heliconius hecale melicerta,  Heliconius sapho sapho,  Heliconius sara magdalena,  Hemiargus hanno hanno,  Heraclides anchisiades anchisiades,  Heraclides androgeus epidaurus,  Heraclides isidorus pacificus,  Heraclides thoas nealces,  Heraclides torquatus jeani,  Hyalothyrus neleus pemphigargyra,  Hylephila phyleus phyleus,  Hyposcada illinissa abida,  Itaballia demophile niphates,  Ithomia jucunda centromaculata,  Junonia evarete swifti,  Lasaia agesilaus agesilaus,  Lyropteryx lyra lyra,  Marpesia chiron chiron,  Mechanitis polymnia veritabilis,  Melinaea idae idae,  Memphis cleomestra ada,  Memphis xenocles xenocles,  Morpho helenor peleides,  Morpho theseus heraldica,  Nascus solon corilla,  Neographium agesilaus agesilaus,  Nymphidium azanoides occidentalis,  Oleria amalda amalda,  Opsiphanes cassina numatius,  Parides childrenae latisfaciata,  Parides eurimedes emilius,  Parides iphiadamas phalias,  Parides sesostris tarquinius,  Perrhybris pamela malenka,  Pheles strigosa strigosa,  Phoebis argante argante,  Phoebis sennae marcellina,  Pierella helvina helvina,  Pierella luna luna,  Prepona laertes octavia,  Protesilaus glaucolaus menelaus,  Protesilaus telesilaus dolius,  Pyrisitia venusta venusta,  Pyrrhogyra amphiro amphiro,  Pyrrhogyra crameri undine,  Rhetus periander periander,  Saliana esperi esperi,  Setabis myrtis myrtis,  Siproeta stelenes stelenes,  Stalachtis magdalena cleove,  Taygetis laches laches,  Temenis laothoe hondurensis,  Tithorea harmonia furina,  Tmolus echion echion,  Wallengrenia otho clavus,  Zaretis itys itylus,  Zelotaea phasma dubia

Temporal Coverage

Start Date / End Date 2015-04-11 / 2015-07-29

Project Data

Caracterización Biológica llevada a cabo en dos fases (cada fase en diferente area de estudio y en diferente temporada), como parte de la ruta de declaratoria de la Serranía de San Lucas como una nueva area protegida. Los grupos de estudio fueron: Plantas, macroinvertebrados acuáticos, escarabajos coprófagos, mariposas diurnas, anfibios, reptiles, aves y mamífero.

Title 2015_Serrania_San_Lucas_PNN_WCS
Identifier Serranía de San Lucas
Funding Parques Nacionales Naturales de Colombia Ministerio de Ambiente y Desarrollo Sostenible
Study Area Description La Serranía de San Lucas está ubicada en los departamentos de Antioquia y Bolívar, dentro de la región de transición entre la en la zona septentrional de la cordillera Central y las llanuras del Caribe. Esta formación montañosa tiene una extensión aproximada de 9.397 km2, rodeada geográficamente por el río Magdalena al oriente, al occidente por el río Cauca, al sur occidente por el departamento de Antioquía y al norte por un brazo del río Magdalena. Zona Sur: Se seleccionaron los sitios de muestreo para los diferentes grupos biológicos a evaluar y se realizaron los recorridos asociados al río Ojos Claros. La zona presenta coberturas de bosques húmedos tropicales en buen estado de conservación hacia la margen izquierda del río. En la margen derecha, a menos de dos Km, existen áreas deforestadas para minería y ganadería (el ganado Cebú y los búfalos predominan en la región). También se encuentran bosques afectados por extracción selectiva de madera; que son talados y luego quemados para sembrar pastos. Los hábitats registrados por fuera del bosque húmedo comprenden varios estados de sucesión que incluyen bosques de entresaca de madera, vegetación secundaria alta, matorrales, quebradas, humedales (pastizales anegados) y pastizales. Zona Centro: Se seleccionaron los sitios de muestreo para los diferentes grupos biológicos a evaluar y se realizaron los recorridos partiendo desde el campamento base hacia diferentes puntos del Cerro. Entre los elementos del paisaje figuran áreas boscosas (bosque continuo, vegetación de ribera y rastrojos altos), áreas abiertas donde se incluyen los hábitats Pastizal y Cultivos, y cuerpos de agua que incluyen Jagüeyes y Quebradas.
Design Description Con el fin de consolidar una línea base biológica completa para la Serranía de San Lucas, se suscribió el Convenio 014 de 2014 entre WCS y PNN, cuyo objeto incluyó la caracterización biológica en la Serranía de San Lucas. El objetivo general de la caracterización fue evaluar de forma rápida la riqueza de especies de fauna y flora con el fin de contar con información primaria que permita fortalecer la propuesta de declaratoria de un área protegida en la Serranía de San Lucas; plantear acciones de conservación desde el conocimiento de expertos, y fortalecer la relación con la comunidad a través de espacios de capacitación y socialización.

The personnel involved in the project:

Principal Investigator
William Yezid Bonell Rojas

Sampling Methods

El muestreo se realizo en dos fases, la primera en la zona Sur, específicamente en la vereda Ojos Claros, municipio de Remedios, Antioquia (7°6'54.61"N; 74°22'2.97"O) en límites con el municipio de San Pablo, Bolívar, en un gradiente de elevación entre 250 a 590 m; la segunda en la zona Central conocida como Cerro 1800 (7°41’00,5” N y 74°19’20,8” O), accediendo por la vereda San Juan, municipio de Santa Rosa del sur, Bolivar, en un gradiente de elevación entre 600-1580 m. El trabajo de campo inició con la delimitación de la zona de muestreo, la construcción de un campamento base y el establecimiento de las principales trochas para los recorridos. La primera caracterización en la zona Sur se realizó del 11 de abril al 13 de mayo de 2015, y se evaluaron los componentes biológicos de vegetación, macroinvertabrados acuáticos, escarabajos coprófagos, mariposas diurnas, anfibios, reptiles, aves, mamíferos pequeños voladores y no voladores, y mamíferos medianos y grandes. La segunda en la zona Central se llevó a cabo entre el 22 al 29 de julio de 2015, donde se evaluaron la vegetación, anfibios, reptiles, aves, mamíferos pequeños voladores y no voladores y mamíferos medianos y grandes.

Study Extent La Serranía de San Lucas está ubicada en los departamentos de Antioquia y Bolívar, dentro de la región de transición entre la en la zona septentrional de la cordillera Central y las llanuras del Caribe. Esta formación montañosa tiene una extensión aproximada de 9.397 km2, rodeada geográficamente por el río Magdalena al oriente, al occidente por el río Cauca, al sur occidente por el departamento de Antioquía y al norte por un brazo del río Magdalena. Zona Sur: Se seleccionaron los sitios de muestreo para los diferentes grupos biológicos a evaluar y se realizaron los recorridos asociados al río Ojos Claros. La zona presenta coberturas de bosques húmedos tropicales en buen estado de conservación hacia la margen izquierda del río. En la margen derecha, a menos de dos Km, existen áreas deforestadas para minería y ganadería (el ganado Cebú y los búfalos predominan en la región). También se encuentran bosques afectados por extracción selectiva de madera; que son talados y luego quemados para sembrar pastos. Los hábitats registrados por fuera del bosque húmedo comprenden varios estados de sucesión que incluyen bosques de entresaca de madera, vegetación secundaria alta, matorrales, quebradas, humedales (pastizales anegados) y pastizales. Zona Centro: Se seleccionaron los sitios de muestreo para los diferentes grupos biológicos a evaluar y se realizaron los recorridos partiendo desde el campamento base hacia diferentes puntos del Cerro. Entre los elementos del paisaje figuran áreas boscosas (bosque continuo, vegetación de ribera y rastrojos altos), áreas abiertas donde se incluyen los hábitats Pastizal y Cultivos, y cuerpos de agua que incluyen Jagüeyes y Quebradas.
Quality Control Wildlife Conservation Society - Colombia, fue la institución encargada de manejar toda la información de registros biológicos obtenidos durante la caracterización biológica, verificando que todos los investigadores participantes consignaran la información correspondiente de cada registro y cuando fue el caso, se depositara el material obtenido en colecciones reconocidas y registradas ante el Instituto de Investigación de Recursos Biológicos Alexander von Humboldt.

Method step description:

  1. Plantas. Para la localidad de Ojos Claros se caracterizaron los tipos de vegetación y la diversidad de plantas en diferentes zonas del área de estudio, con base en criterios de diversidad, estructura y composición; para esto, se emplearon tres métodos: 1) Observaciones ad libitum, en las cuales se colectó material vegetal fértil para colecciones botánicas; al menos tres duplicados de especímenes. 2) Búsquedas sistemáticas mediante el método punto-cuadrante a lo largo de cuatro transectos de 300 m en los diferentes tipos de vegetación. Esta metodología consiste en el establecimiento de estaciones de muestreo a lo largo del transecto, distanciadas entre sí cada 25 m. Esto implica un total de 13 estaciones por transecto. En cada estación se divide el área en cuatro cuadrantes y se toma información por cuadrante del individuo más cercano al punto con diámetro a la altura del pecho igual o mayor a 10 cm (DAP≥10cm). Para cada árbol se registró la distancia al punto, diámetro y altura (Krebs 1999). Adicionalmente se consignaron las características de campo que permiten su identificación in situ y cuando no fue posible se tomaron muestras botánicas. 3) Se establecieron tres parcelas tipo RAP de 50m x 4m, donde se identificaron y midieron todos los árboles con DAP≥10cm al interior de la parcela, se tomó información a cada árbol descrito para las búsquedas sistemáticas Por su parte para la localidad de cerro 1800 se utilizó la primera metodología y 5 parcelas de 50m x 2m según la tercera metodología anteriormente descrita. Trabajo de herbario. El material colectado en Ojos Claros fue secado, determinado preliminarmente y organizado en las instalaciones del Jardín Botánico de Medellín (JAUM). El material fértil se depositó en las colecciones del Museo de Historia Natural de la Universidad de Los Andes (ANDES), Jardín Botánico de Medellín (JAUM) y el Herbario Nacional Colombiano (COL) del Instituto de Ciencias Naturales (ICN). Por su parte el material colectado en el cerro 1800 fue secado y procesado inicialmente en el Herbario Toli de la Universidad del Tolima y determinado finalmente en el Herbario JAUM del Jardín Botánico de Medellín.
  2. Macroinvertebrados acuáticos. Se efectuaron siete días efectivos de muestreo, en los cuales se tomaron muestras entre 7:00 am a 4:00 pm. Se evaluaron siete estaciones seleccionadas con ayuda de los asistentes de campo con base a la accesibilidad. En cada estación se seleccionó al azar un trayecto de 100 m y se empleó el método cuantitativo con red Surber de 300 μm realizando tres repeticiones por tipo de sustrato (hojarasca, roca y sedimento fino). Los individuos colectados fueron depositados en viales previamente rotulados y fijados en alcohol al 96%. Adicionalmente se realizó una caracterización física del hábitat de tipo cualitativo (topografía, usos del suelo, porcentaje de cobertura de dosel, parámetros del agua) y se tomaron variables hidrológicas (velocidad de la corriente, profundidad y ancho del cauce), según la metodología propuesta por Chará (2003) y Sánchez (2004). Trabajo de laboratorio. Todo el material colectado fue separado e identificado bajo estereomicroscopio (10X) empleando principalmente las claves de Domínguez et al., (2006) y Domínguez & Fernández, (2009) para la determinación taxonómica de los especímenes hasta género o morfotipo. El material fue depositado en la Colección Entomológica del Programa de Biología de la Universidad de Caldas - CEBUC (Registro Humboldt: No 188). Para la determinación de especímenes de Ephemeroptera y Coleoptera se contó con el apoyo de la profesora María del Carmen Zúñiga, de la Universidad del Valle.
  3. Escarabajos coprófagos. se realizó en dos coberturas vegetales (bosques y pastizales). En cada cobertura se instaló un transecto compuesto por 15 trampas de caída letales, separadas 50 m entre sí. Estas consisten en vasos de 1 L, enterrados a nivel del suelo y con un tercio de su volumen lleno de una solución de agua y sal. Sobre cada vaso se colocó un soporte de alambre con el atrayente, protegido con un plato plástico desechable y codificado con el número de transecto. Las trampas fueron cebadas con 40 a 50 g de excremento humano y estuvieron activas por 48 horas, al final de las cuales los individuos colectados fueron depositados en bolsas de cierre hermético con una solución de alcohol e isoconazol al 70% para posteriormente ser procesados en laboratorio. Se completó un esfuerzo de muestreo de 4320 horas/trampa. La identificación de los especímenes se realizó con la ayuda de las claves taxonómicas de Vaz de Mello et al., (2011), Edmonds & Zidek (2010), Howden & Young (1981) y la revisión de la colección entomológica de la Universidad del Valle, que cuenta con una colección de referencia de la zona del Magdalena Medio, perteneciente al proyecto “Diversidad de escarabajos coprófagos de un paisaje fragmentado de uso ganadero del Magdalena Medio Antioqueño (León-González, 2015)”. Los especímenes colectados fueron curados, rotulados y entregados inicialmente al Museo de Entomología de la Universidad del Valle MUSENUV. El reporte de las especies de escarabajos se realizó con base en el tipo de vegetación (bosque y pastizal) a la que se encuentran asociadas (presencia/ ausencia). De esta manera, se obtuvo el número y composición de especies.
  4. Mariposas diurnas. Los muestreos se realizaron en recorridos por trochas con red entomológica, iniciando a las 9:00 horas y finalizando a las 17:00 horas (de esta manera se incluyeron especies de hábitos crepusculares) (Andrade-C. et al., 2013). Se empleó, un esfuerzo de muestreo de dos personas por 25 días de trabajo efectivos, con un total de 400 horas. Se instalaron 10 trampas Van Someren Rydon cebadas solo con pescado en descomposición por tres semanas y, luego, se empleó solo fruta fermentada por una semana para evaluar la efectividad de las trampas que estaban separadas entre sí a una distancia de 20 m, a diferentes alturas (0, 50, 1,00, 1,50, 10 y 15 m), del dosel del bosque. Las trampas fueron revisadas diario y permanecieron en este lugar mínimo 48 horas. Para asegurar la efectividad de la captura se colocaron en áreas donde no se tuviera viento para evitar que el movimiento de la TVSR interfiriera en su funcionamiento (Andrade-C. et al., 2013). Todos los ejemplares se sacrificaron por medio de la técnica de presión digital en el tórax ya que permite preservar el ejemplar en perfecto estado, y se guardaron en sobres triangulares de papel milano. En cada sobre se colocó el número de colector y en la libreta de campo se describió la ubicación con georeferencia, y posteriormente se realizó trabajo en colección para la preparación y montaje de los individuos siguiendo el protocolo de (Andrade-C. et al., 2013). Para identificar los ejemplares se usó la página web de mariposas de las Américas de Warren et al.,(2013) (http://www.butterfliesofamerica.com/L/Neotropical.htm), De Vries (1987, 1997), García et al.,(2002), Le Crom et al.,(2002), Le Crom et al., (2004), D’Abrera (1981), y se corroboraron los nombres taxonómicos por medio de la lista de chequeo de Lamas (2004). Los ejemplares recolectados se depositaron en la Colección Entomológica del Instituto de Ciencias Naturales (ICN) de la Universidad Nacional de Colombia- Sede Bogotá. Cada individuo posee etiquetas de número de colector (JML 001 – 589), número de ICN (ICN-MHN-L 34279-34852) y número de códigos de barras (ICN-L 089811, 089818 – 089820; 090510-091079).
  5. Herpetofauna. Se empleó la técnica de búsqueda por encuentro visual (REV), que consiste en realizar recorridos limitados por área (Manzanilla & Pefaur, 2000). En este estudio se llevaron a cabo en cada zona trayectos de 400 m de largo por 5 m de ancho. Cada trayecto se muestreaba en aproximadamente una hora por un equipo entrenado de tres personas, en cuatro ocasiones (dos diurnas y dos nocturnas), con un total de 8.000 m2 muestreados durante 240 horas efectivas de muestreo. Esto trayectos se ubicaron abarcando los diferentes tipos de hábitats presentes en el área de estudio, como por ejemplo quebradas y cuerpos de agua estancada en búsqueda de especies de hábitos acuáticos. Para las especies de hábitos fosoriales se prestó especial atención en remover la hojarasca y para las de hábitos arborícolas se buscó en estratos altos (>2 m) siguiendo lo propuesto por Heyer et al.,(2001). Para detectar las especies tanto de actividad diurna como nocturna, los trayectos se hicieron desde las 06:00 hasta las 10:00 horas y de las 18:00 a las 22:00 horas. Adicionalmente se utilizaron trampas de caída utilizó en el sector de Ojos Claros, que consistió en instalar tres baldes redondos de 2,5 galones enterrados a ras del suelo, en zonas de fácil acceso y no susceptibles a la inundación. Estas trampas se dejaron instaladas en dos sitios distintos por cinco días por sitio y revisadas cada mañana para registrar los individuos capturados. El tiempo empleado y las condiciones de terreno restringieron el uso de trampas de caída en el sector Cerro 1800. También, se realizaron entrevistas a los residentes del lugar, utilizando fotografías a color de posibles especies de la región que permitieran establecer su probabilidad de presencia en la zona. Colecta y preservación de especímenes. Los individuos encontrados fueron medidos en longitud rostro-cloaca (LRC). A su vez, se registraron los descriptores básicos para la caracterización de micro hábitat (Heyer et al., 1994). A cada individuo avistado y capturado se le registró hora de captura, altura de la posición vertical (percha), actividad (llamado, amplexo, reposo, entre otros) y cuando fue posible se determinó su sexo, para luego liberarlos en el mismo sitio de captura. La identificación se realizó in situ o en su defecto, por medio de fotografías. Se colectó un máximo de 10 individuos por cada especie cuando la identificación in situ no fue posible o cuando su taxonomía era dudosa. Los especímenes fueron sacrificados por medio de una inyección intracardiaca de roxicaína y posteriormente se siguieron los protocolos de fijación y preservación descritos por Heyer et al.,(1994) y McDiarmid et al., (2012). Determinación taxonómica. Para determinar la identidad taxonómica de las especies se utilizaron las claves de Peters y Donoso-Barros (1970), Peters y Orejas-Miranda (1970), Pérez-Santos y Moreno (1988), Dixon (1989), Dixon et al.,(1993), Ayala y Castro (inéd.), Campbell y Lamar (2004). Los arreglos taxonómicos siguen de manera general a Uezt et al., (2015). Para las familias Colubridae y Dipsadidae se siguió a Zaher et al.,(2009), para Dactyloidae a Townsend et al.,(2011). De las especies registradas se recolectaron ejemplares de referencia los cuales fueron depositados en la colección de reptiles del Instituto de Ciencias Naturales de la Universidad Nacional de Colombia. Fuente de información. Adicional al trabajo de campo, para la elaboración del inventario de reptiles y anfibios del área de estudio se acopió la información de las contribuciones de Renjifo & Lundberg (1999), Páez et al., (2001), Carvajal-Cogollo (2006), Carvajal-Cogollo & Urbina-Cardona (2008), Cárdenas et al.,(2010), Romero & Vidal (2008), Romero & Lynch (2010), Carvajal-Cogollo et al.,(2007); Carvajal-Cogollo et al., (2012), Romero & Lynch (2012), Acosta (2015), Carvajal-Cogollo & Urbina-Cardona (2015). También se revisaron los catálogos de las colecciones de anfibios y reptiles del Instituto de Ciencias Naturales. Para la calificación de amenazas se tuvieron en cuenta las categorías y criterios de la UICN (2015), además de las contribuciones de Castaño-Mora (2002) y Rueda-Almonacid et al.,(2004) y las especies expuestas en la resolución 192 de 2014, emitida por el Ministerio de Ambiente y Desarrollo Sostenible.
  6. Aves. Transectos: se establecieron seis transectos de 1000 m de longitud y uno de 500 m en la vda. Ojos Claros, y dos transectos de 1000 m en San Juan (Cerro 1800), abarcando bosque primario, pastizales, matorrales, humedales y vegetación secundaria alta. Redes de niebla: En la expedición de septiembre en las estribaciones norte del Cerro 1800 se instalaron 10 redes de niebla (12x2.5 m/ 22mm, 120 m de redes) en un pequeño camino que atravesaba la espesa vegetación del filo en el que se ubicó en julio el Transecto 2 de dicha localidad a 1560 m. Las redes operaron durante 20 horas (160 h/red). En Ojos Claros se instalaron ocho redes de niebla (12x2.5 m/ 22mm, 80 m de redes) en bosques con claros donde previamente se evidenció la mayor actividad de aves en estratos bajos de hábitats boscosos. Las redes operaron durante 20 horas (160 h/red). Registros Ad Libitum: Debido a que para llegar a los campamentos y sitios de muestreo (transectos, puntos, redes de niebla) hay que trasladarse a través de largos recorridos, se aprovechó dicha movilización para llevar a cabo registros de aves que se cruzaban en el camino, permitiendo el avistamiento de nuevos registros para la Serranía. Se realizaron jornadas cortas de registro de vocalizaciones de aves nocturnas en los alrededores del campamento ubicado a 1560 m, permitiendo el registro de búhos. Se comparó la información generada en campo con los registros obtenidos de una revisión de información secundaria que incluyó la consulta de dos publicaciones sobre las aves de la Serranía de San Lucas (Salaman & Donegan, 2001; Salaman et al., 2002), un informe técnico de las aves de la vertiente oriental del Cerro 1800 (Ayerbe-Quiñones, 2014), un informe técnico sobre la caracterización biológica del sector suroccidental de la Serranía de San Lucas en el río Ojos Claros en límites entre Remedios (Antioquia) y San Pablo (Bolívar) (Ayerbe-Quiñones, 2015), y dos guías de campo de aves de Colombia (Hilty & Brown 2001, McMullan & Donegan, 2014). Además, se determinaron las especies amenazadas y/o endémicas (Renjifo et al., 2002, www.iucnredlist.org, www.birdlife.org). La información obtenida de estas localidades está expuesta en una tabla al final de este documento.
  7. Mamíferos pequeños. El muestreo se realizó en bordes de bosque, quebradas, bosques ribereños, zonas de lomas, y bosques maduros con poca intervención. En cada hábitat se realizaron muestreos estandarizados para la comparación directa entre registros (Barnett y Dutton 1995, Kunz y Parsons 2009). El diseño de muestreo en Ojos Claros fue una línea de trampas de 70 estaciones, cada una con una trampa Sherman, completando un esfuerzo de 1.064 trampas-noche. En el Cerro 1800, la línea incluyó 75 estaciones, cada una con una trampa Sherman, completando un esfuerzo de 360 trampas-noche. Estas líneas de trampas se georeferenciaron usando un GPS, marcando su punto inicial y final. Las trampas se cebaron a diario con una mezcla de avena, mantequilla de maní, esencias, frutas, maíz y atún, y estas se revisaron cada mañana para recoger los animales capturados en la noche. Cada captura fue registrada con una identificación preliminar, la fecha, hora, condición reproductiva, microhábitat y tipo de cebo empleado. Para la captura de murciélagos, se usaron 3 a 6 redes cerca a bordes de bosque o al interior de parches, completando un esfuerzo de 7.632 m2-horas-noche en Ojos Claros, y de 1.290 m2-horas-noche en Cerro 1800. Las redes se revisaron cada 30 minutos entre las 18:00 y 23:00 horas cada noche. Los registros de las capturas incluyeron una identificación preliminar, fecha, hora, condición reproductiva, código de la red y altura del animal en la red. Adicional a estos muestreos, unos pocos individuos fueron capturados manualmente dentro del campamento o en los recorridos hechos con los guías en la zona de muestreo. Cada individuo capturado fue identificado de manera preliminar en campo usando claves estándar, según tamaño y patrones de coloración, como Eisenberg (1989), Gardner (2008) o Patton et al., (2015). La mayoría de los individuos fueron fotografiados como parte del registro. Debido a las dificultades para la identificación definitiva de algunas especies en estos ambientes, 2 a 3 individuos de cada especie fueron preservados (como pieles de museo o ejemplares en etanol al 96%) para su estudio y posterior identificación. En el caso de Chiroderma villosum, no se colectaron individuos ya que las capturas fueron de un juvenil y una hembra preñada, pero se tomaron fotos antes de su liberación para una identificación positiva. De cada individuo colectado se tomó una muestra de tejido (hígado) para estudios de identificación genética, así como para otras investigaciones a futuro, debido a las particularidades geográficas del área de estudio. También se colectaron ectoparásitos (pulgas, ácaros, piojos, otros) que se almacenaron en etanol al 96% para la revisión detallada y posterior identificación en el laboratorio. Todo el material resultante fue depositado en la Colección Teriológica de la Universidad de Antioquia (CTUA), donde se identificó adecuadamente y será preservado para mayores estudios y análisis. Desde una perspectiva ecológica se realizó el análisis del rol funcional que cumplen las especies de murciélagos siguiendo el método de Soriano (2000). Esto se logra a partir de la caracterización de los nichos tróficos, se obtuvo los equivalentes tróficos de cada gremio y se estimó el porcentaje de aporte de cada gremio a la diversidad total. Además, este análisis permite la comparación de los resultados entre puntos de estudio, mejorando la perspectiva de estos hallazgos.
  8. Mamíferos medianos y grandes. Fototrampeo. En el primer evento se definieron 29 estaciones de muestreo con 4 camaras Reconix RM45 rapidfire, 2 Reconix hiperfire HC500, 8 Cudeback y 15 Panthera. Las estaciones se ubicaron a lo largo de la quebrada ojos claros. Las cámaras se ubicaron con una distancia promedio de 250 m., entre los 320 y los 504 m. El área de muestreo de Ojos Claros con las estaciones de fototrampeo, se estimó a partir de la suma del área de influencia de cada cámara (buffer) de 250 m, considerado como área de acción para mamíferos pequeños. Por tanto, se abarcó cerca de 8 Km2; 5 km2 corresponden a las 26 cámaras localizadas a lo largo de un transecto continuo al norte del campamento base y los 3 Km2 restantes corresponden a las tres cámaras dispersas al sur del campamento. En el Cerro 1800 se establecieron 25 estaciones de muestreo sencillas con 15 cámaras Reconyx RM45 Rapidfire y 10 Panthera. Las estaciones se ubicaron a lo largo de recorridos que abarcan un gradiente altitudinal entre los 720 y los 1580 m. El área de muestreo con las estaciones de fototrampeo, se estimó a partir de la suma del área de influencia de cada cámara (buffer) de 337,7 m, considerado como área de acción para mamíferos pequeños, abarcando en total 8,95 Km2. El período de muestreo cumple con el supuesto de población cerrada (Karanth y Nichols, 1998). Las cámaras se ubicaron a una altura aproximada de 35 cm y con una distancia promedio entre estaciones de 250 m para Ojos Claros y de 370 m en Cerro 1800. En la caracterización no se realizó un diseño específico para ubicar las cámaras-trampa ya que el muestreo se adaptó a la zona concertada por la comunidad y las organizaciones locales para realizar la evaluación. Cada estación de muestreo tenía operación continua (24 horas) y un intervalo entre fotografías de 15 (PNN & WCS, 2010) a 30 segundos (Carbone et al., 2001, Silver et al., 2004). Para cada una de las estaciones se registraron datos en un formato de campo sobre ubicación con GPS (Datum: WGS 84) en coordenadas geográficas, información de la cámara (referencia, serial), fecha y hora de instalación, descripción física de la estación, ancho de sendero, distancia de la cámara al objetivo, porcentaje de cobertura del dosel y hábitat (tipo de cobertura) y se tomó el registro fotográfico del hábitat en dirección a los puntos cardinales. Los individuos registrados fueron identificados con base en literatura especializada (Eisenberg, 1989; Emmons & Feer, 1997; Emmons, 1897), la consulta a especialistas y la clasificación y nomenclatura actualizada, según la sistemática y taxonomía conocida (Solari et al., 2013; IUCN, 2015). A cada fotografía se le asignó una codificación que denota la estación, el nombre de la especie y la fecha de captura. Aunque una gran variedad de animales son potencialmente registrados por medio de las cámaras, solamente especies por encima de 500 g de peso fueron consideradas, ya que son estas especies las que de manera consistente activan las cámaras (O'Brien et al., 2010; Payán, 2009). Los datos fueron filtrados para excluir las imágenes de la misma especie en el mismo lugar en el plazo de media hora con el fin de tener seguridad que los eventos son independientes, ya que algunas especies en ocasiones permanecen un largo período de tiempo frente o al lado de la cámara (O´Brien et al., 2003).
  9. Primates. Zona I: Vereda de Ojos Claros, Remedios, Antioquia. Para determinar la composición de la comunidad de primates diurnos de la Zona I, se recorrieron varios “transectos lineales” dentro del bosque durante un periodo de 22 días. Los recorridos se realizaron en nueve transectos diferentes, los cuales se recorrieron entre 1 y 7 veces para un recorrido total de 90.1 km. Durante cada recorrido, se caminó a una velocidad aproximada de 1km/h siguiendo los métodos descritos en Peres (1999). Durante los censos, se hicieron pausas cada 200 m por un intervalo de 2 minutos para aumentar la posibilidad de detectar el movimiento de primates u otros animales. Cada avistamiento de un grupo de primates se registró con un número secuencial considerando la siguiente información: la ubicación geográfica, la especie observada, la distancia entre el animal y el investigador, la distancia perpendicular del primer animal detectado al transecto, la distancia perpendicular del centro geográfico del grupo al transecto, el número de individuos en el grupo y sus categorías de edad y sexo (de ser posible). Las categorías de edad utilizadas fueron: Adultos, Subadultos, Juveniles e Infantes; y las categorías de sexo utilizadas fueron: Macho y Hembra. Zona II: Vereda de San Juan, Santa Rosa, Bolívar. Durante el ejercicio de caracterización de la comunidad de primates en Cerro 1800, y dada la dificultad topográfica de la zona de estudio para establecer y estimar la densidad de primates, a través de transectos lineales en un periodo corto de tiempo, se establecieron tres recorridos aleatorios procurando abarcar el mayor gradiente altitudinal. Estos transectos se escogieron considerando que tuvieran distancias mayores a un kilómetro entre ellos con el fin de realizar avistamientos oportunísticos (ad libitum) de las seis especies de primates. Durante este reconocimiento de campo, se recorrieron aproximadamente 15 km de transectos en senderos previamente establecidos por pobladores locales. Así mismo, durante algunos recorridos libres en diversos espacios del área de estudio como quebradas y lugares recomendados por el guía local se hicieron avistamientos adicionales de grupos de primates. Para cada avistamiento de un grupo o un individuo de primates se registró: la ubicación geográfica, la especie, el número de individuos y el número de individuos en el grupo y sus categorías de edad y sexo (de ser posible).

Collection Data

Collection Name Jardín Botánico de Medellin Joaquin Antonio Uribe
Collection Name Herbario de la Universidad del Tolima "Toli"
Collection Name Colección Entolomológica del Programa de Biología de la Universidad de Caldas
Collection Name Museo Entomológico de la Universidad del Valle
Collection Name Instituto de Ciencias Naturales-Museo de Historia Natural
Collection Name Colección de anfibios y reptiles del laboratorio de Herpetología de la Universidad del Valle
Collection Name Colección Teriológica de la Universidad de Antioquia

Additional Metadata

Alternative Identifiers bdb3951b-1b8a-446d-8820-22ce0a2ea380
http://ipt.parquesnacionales.gov.co/resource?r=2015_serrania_san_lucas_pnn_wcs